上周导师喊我提个外泌体，步骤倒是掌握的透透的，细胞也养的棒棒的，但是提取完电镜一看，杂蛋白比外泌体还多，这样的结果真是汇报了嫌丢人，不汇报又没工作量，头疼……说起外泌体研究中，最令无数外泌体人为之头疼的问题，必定是影响纯度的最大因素之一杂蛋白。
杂蛋白来源于哪里呢？
以 MSC 干细胞为例，在培养过程中的大量血清（FBS）、人血小板裂解物（HPL）、蛋白因子混合物的使用，这些都含大量外泌体杂质，其中一些杂质是蛋白因子，经过长期细胞培养也不会降解，增加了培养基的异源外泌体或者外泌体类似物。
如何解决杂蛋白问题呢？
外泌体杂蛋白影响定量结果，导致数据偏高，影响后续实验的准确性，对于下游外泌体的制备带来诸多不可控的影响。一般可以从以下几个方面对外泌体纯度进行控制：
1. 细胞类型：除去特殊细胞系要求外，尽量选择外泌体产生量高、污染物少的细胞系
2. 培养基优化：通过调节培养基成分、添加可溶性因子等改善细胞状态，提高外泌体的产量和纯度。在细胞健康正常生长的前提下，尽可能的减少血清外泌体或是不使用血清。
3. 外泌体的富集及纯化：通过差速离心等方法尽可能的去除一些杂质物提高外泌体的纯度，再通过滤膜富集外泌体。
小 tips：细胞上清液应尽早处理，随着时间增加细胞会坏死而破碎，更多的胞内囊泡释放导致样品成分更加复杂，影响后期实验。
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从实验设计的角度来说，在前端杂蛋白越少，意味着后端去除杂蛋白的方法和步骤越少，而每减少一次纯化步骤，就能获取更多的外泌体，每增加一步，就会大幅度降低外泌体的得率。比如超离得率 15%～20%、沉淀法得率 35%～40% 等。因此，一款无血清、低蛋白的化学成分确定的培养基将大大提高外泌体的得率与纯度。
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那么，外泌体纯化后电镜下检测结果纯度如何呢？
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问题来了，这么好的一款培养基，该如何使用呢？
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内容策划：邹礼平
内容审核：吴军
题图来源：自己做的
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